生物正交标记反应研究进展

对活体生物大分子进行特异性标记是一项具有挑战性的工作, 它要求这类化学反应能够在生理条件下高效特异地进行, 不会与生物体系中存在的各种活性物质发生副反应. 最近十几年开发的生物正交反应能够比较好地满足这些要求, 它们在生物分子标记方面的应用拓展了我们对细胞内生物体系的理解. 主要介绍那些应用广泛且可以用于活体细胞标记的生物正交反应. 重点介绍通过位点特异性引入生物正交官能团来进行选择性标记细胞内目标蛋白质的策略. 同时, 我们根据使用催化剂类型对这些生物正交反应进行分类, 并且列表比较它们的差异, 以便于研究者挑选合适的反应. 最后对生物正交反应的开发和进一步应用进行了展望.     

基于Diels-Alder生物正交反应的蛋白质快速位点特异性标记方法

蛋白质的位点特异性修饰近年来取得了重要进展. 本文对该领域新近发展的利用高张力烯烃或炔烃与四嗪类化合物的Diels-Alder生物正交反应, 通过基因编码的方式在蛋白质中位点特异性地插入其中一个组分, 从而实现蛋白质的快速荧光标记进行了介绍.     

蛋白质功能化新策略:嵌入非天然氨基酸

天然蛋白质由20种天然氨基酸组成,这些蛋白质的构筑基元包含功能基团:羧基、氨基、巯基、硫醚、羟基、碱性胺、烷基和芳基。然而,这些有限的功能基团却不足以完成生物体内所有的生物学功能。为了更好地让生命的体现者--蛋白质完成更加精确和多样的生物学功能,自然界会对蛋白质进行翻译后的修饰,包括:磷酸化,甲基化,乙酰化或者羟基化,甚至在某些情况下,进化出一种新型的翻译机制以便插入硒代半胱氨酸或者吡咯霉素。受此启发,生物化学家发展出各种生物或化学方法来改变或插入新的蛋白质构筑基元,使天然蛋白质完成其相应的生物学功能或者使其具有某些特殊的性质,甚至是创造一种新酶。该文将简单介绍这些蛋白质修饰策略以及该领域的最新进展。     

基于天然氨基酸的蛋白质修饰

基于天然氨基酸的蛋白质修饰种类繁多,由于在不同的氨基酸上所进行的修饰会对蛋白质的结构和功能产生不同的影响,所以科学家们一直在探索基于天然氨基酸特异的蛋白质修饰策略。本文主要以半胱氨酸、酪氨酸和蛋白质氮端特异修饰为例,简要回顾目前基于天然氨基酸的蛋白质化学的相关工作。     

生物正交剪切反应及其应用

生物正交反应在化学生物学的研究中发挥着越来越重要的作用.传统的生物正交反应以新化学键生成的连接反应为主,其在实现生物分子的“标记”、“示踪”和“捕捉”等研究中发挥着重要作用.近年来,一类新兴的反应类型--以化学键断裂为基础的生物正交剪切反应逐渐发展起来,并在分子的“释放”、“激活”和“操控”等方面得到了越来越广泛的应用.本文首先重点介绍了生物正交剪切反应,总结了这些反应的特点、适用范围和已经实现的用途.随后通过具体的例子介绍了这些反应在化学生物学中的应用,包括小分子前药的激活、蛋白质功能的调控、细胞的工程化等.最后文章对生物正交剪切反应的发展趋势进行了展望.     

非天然氨基酸引入法制备含有新型赖氨酸翻译后修饰蛋白质

近年来多种天然蛋白质中赖氨酸翻译后修饰被逐渐发现。这些翻译后修饰在蛋白质组中广泛存在,对染色体结构和基因转录表达功能具有重要的调控作用。然而,获得足量的具有特定翻译后修饰的蛋白质并非易事,发展制备方法对于后续表观遗传学研究极为重要。讨论了利用非天然氨基酸引入的手段制备含有这些新型赖氨酸翻译后修饰的蛋白。     

生物正交反应在我国的研究进展

生物正交反应是指能够在生物体系中进行、且不会与天然生物化学过程相互干扰的一类化学反应.这类反应的出现为科学家对生命进程的原位研究带来了革命性的技术,已经成为化学生物学这一新兴交叉领域的核心方向之一.自这一概念提出的近二十年里,生物正交化学经历了反应类型由单一的"偶联反应"向成键偶联、断键剪切反应并重,应用场景由简单的活细胞体系向更为复杂的生物活体升级的一系列发展历程.同时,在生命科学研究、医药研发、临床诊疗等多个领域展示出了广阔的应用前景.我国化学生物学领域的学者们积极参与并推动了生物正交反应的快速发展,在反应开发、体系优化和实际应用等方面开展了一系列原创工作,取得了瞩目的成绩;尤其是在"生物正交剪切反应"概念的提出与开发应用等方面产生了重要的国际影响.本综述中,分别按照金属介导、光介导和化学小分子介导的生物正交偶联反应以及生物正交剪切反应,对近五年来我国学者在该领域的代表性成果进行系统介绍.最后对生物正交反应的进一步发展与应用加以展望.我们期待更多高效、兼容的生物正交反应得以发展,并提出"遥控生物正交化学"的未来发展目标,期待更多的化学家能够加入生物正交反应的开发拓展与应用探索当中.     

生物正交反应法制备含有赖氨酸翻译后修饰类似物的蛋白质

翻译后修饰一直是表观遗传学的重要研究内容,尤其是近年来多种新型天然蛋白质中翻译后修饰被发现广泛存在于蛋白质组中。细胞生物学证明这些翻译后修饰对染色体结构和基因转录功能有关,但是其中具体的分子生物学机制还处于未知状态。为了后续的进一步研究,人们需要发展制备方法以求获取足量具有特定翻译后修饰的蛋白质。本文将讨论利用生物正交反应的手段制备含有这些新型赖氨酸翻译后修饰的蛋白的探索,期对教学与科研有助。     

氨基酸氧化酶催化合成非天然手性氨基酸研究进展

<正>非天然手性氨基酸是已经上市的和正在研发的手性药物、手性农药和手性食品添加剂的关键中间体[1-2].随着相关产业的发展,非天然手性氨基酸的市场需求与日俱增.非天然手性氨基酸不能像天然L-氨基酸一样采用发酵法生产,主要制备方法包括化学法和生物法.化学法包括化学不对称合成法和化学拆分法.化学不对称合成法采用价格昂贵的手性源、手性助剂或手性金属催化剂.化学拆分法采用手性酸为拆分剂,经历与消旋氨基酸成盐、解     

Synthesis and Evaluation of Novel Ring-Strained Noncanonical Amino Acids for Residue-Specific Bioorthogonal Reactions in Living Cells

Bioorthogonal reactions are ideally suited to selectively modify proteins in complex environments, even in vivo. Kinetics and product stability of these reactions are crucial parameters to evaluate their usefulness for specific applications. Strain promoted inverse electron demand Diels–Alder cycloadditions (SPIEDAC) between tetrazines and strained alkenes or alkynes are particularly popular, as they allow ultrafast labeling inside cells. In combination with genetic code expansion (GCE)-a method that allows to incorporate noncanonical amino acids (ncAAs) site-specifically into proteins in vivo. These reactions enable residue-specific fluorophore attachment to proteins in living mammalian cells. Several SPIEDAC capable ncAAs have been presented and studied under diverse conditions, revealing different instabilities ranging from educt decomposition to product loss due to β-elimination. To identify which compounds yield the best labeling inside living mammalian cells has frequently been difficult. In this study we present a) the synthesis of four new SPIEDAC reactive ncAAs that cannot undergo β-elimination and b) a fluorescence flow cytometry based FRET-assay to measure reaction kinetics inside living cells. Our results, which at first sight can be seen conflicting with some other studies, capture GCE-specific experimental conditions, such as long-term exposure of the ring-strained ncAA to living cells, that are not taken into account in other assays.     

Proximity‐Enabled Protein Crosslinking through Genetically Encoding Haloalkane Unnatural Amino Acids

The selective generation of covalent bonds between and within proteins would provide new avenues for studying protein function and engineering proteins with new properties. New covalent bonds were genetically introduced into proteins by enabling an unnatural amino acid (Uaa) to selectively react with a proximal natural residue. This proximity‐enabled bioreactivity was expanded to a series of haloalkane Uaas. Orthogonal tRNA/synthetase pairs were evolved to incorporate these Uaas, which only form a covalent thioether bond with cysteine when positioned in close proximity. By using the Uaa and cysteine, spontaneous covalent bond formation was demonstrated between an affibody and its substrate Z protein, thereby leading to irreversible binding, and within the affibody to increase its thermostability. This strategy of proximity‐enabled protein crosslinking (PEPC) may be generally expanded to target different natural amino acids, thus providing diversity and flexibility in covalent bond formation for protein research and protein engineering.     

Orchestrating the Biosynthesis of an Unnatural Pyrrolysine Amino Acid for Its Direct Incorporation into Proteins Inside Living Cells

We here report the construction of an E. coli expression system able to manufacture an unnatural amino acid by artificial biosynthesis. This can be orchestrated with incorporation into protein by amber stop codon suppression inside a living cell. In our case an alkyne‐bearing pyrrolysine amino acid was biosynthesized and incorporated site‐specifically allowing orthogonal double protein labeling.     

Applications of Unnatural Amino Acids in Protease Probes

Since proteases are involved in a wide range of physiological and disease states, the development of novel tools for imaging proteolytic enzyme activity is attracting increasing interest from scientists. Peptide substrates containing proteinogenic amino acids are often the first line of defining enzyme specificity. This Minireview outlines examples of major recent advances in probing proteases using unnatural amino acid residues, which greatly expands the possibilities for designing substrate probes and inhibitory activity‐based probes. This approach already yielded innovative probes that selectively target only one active protease within the group of enzymes exhibiting similar specificity both in cellular assays and in bioimaging research.